腸激酶酶切緩沖液怎麼配置

㈠ 怎麼配製標准緩沖溶液

1、只要知道緩沖對的PH值，和要配製的緩沖液的pH值（及要求的緩沖液總濃度），就能按公式計算鹽和酸的量。總結出pH值與緩沖液對離子用量的關系並列出了表格。只要知道要配製的緩沖液的pH，經查表便可計算出所用緩沖劑的比例和用量。

2、例如配製pH5.8濃度為0.1摩爾/升的磷酸緩沖液。

3、經查表知pH5.8濃度為0.2摩爾的Na2HPO48.0毫升，而92.0毫升的0.2摩爾Na2HPO4。依此可推論出配製100ml0.1摩爾的磷酸緩沖液需要8.0毫升0.1摩爾的Na2HPO4，而0.1摩爾的Na2HPO4需要92.0毫升。

4、計算好後，按計算結果准確稱好固態化學成分，放於燒杯中，加少量蒸餾水溶解，轉移入50ml容量瓶，加蒸餾水至刻度，搖勻，就能得到所需的緩沖液。

5、各種緩沖溶液的配製，均按表格按比例混合，某些試劑，必須標定配成准確濃度才能進行，如醋酸、氫氧化鈉等。另外，所有緩沖溶劑的配製計量都能從以上的算式准確獲得。

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緩沖體系：

一、常用作緩沖溶液的酸類由弱酸及其共軛酸鹽組合成的溶液具有緩沖作用。

二、常見的緩沖體系有：

1、弱酸和它的鹽（如H2CO3---Na2CO3）

2、弱鹼和它的鹽（NH3·H2O---NH4Cl）

3、多元弱酸的酸式鹽及其對應的次級鹽（如NaH2PO4---Na2HPO4）的水溶液組成。

三、生化實驗室常用的緩沖系主要有磷酸、檸檬酸、碳酸、醋酸、巴比妥酸、Tris（三羥甲基氨基甲烷）等系統，生化實驗或研究工作中要慎重地選擇緩沖體系，因為有時影響實驗結果的因素並不是緩沖液的pH值，而是緩沖液中的某種離子。

1、硼酸鹽：硼酸鹽與許多化合物形成復鹽、如蔗糖。

2、檸檬酸鹽：檸檬酸鹽離子容易與鈣結合，所以存在有鈣離子的情況下不能使用。

3、磷酸鹽：在有些實驗，它是酶的抑止劑或甚至是一個代謝物，重金屬易以磷酸鹽的形式從溶液中沉澱出來。而且它在pH7.5以上時緩沖能力很小。

4、三羥甲基氨基甲烷：它可以和重金屬一起作用，但在有些系統中也起抑製作用。其主要缺點時溫度效應。在室溫pH是7.8的Tris緩沖液，4℃時是8.4，37℃時是7.4，因此，4℃配製的緩沖液在37℃進行測量時，其氫離子濃度就增加了10倍。在pH7.5以下，其緩沖能力極為不理想。

㈡ 要配置多少的酶切體系，載體和插入DNA的量要加多少謝謝各位啦！！

因為內切酶的酶活性單位定義是在50ul反應體系中，最適溫度反應1小時能夠講1ugDNA完全酶切的酶量。所以，一般在酶切體系裡，DNA的量是可以加到非常大的。因為考慮到後期的純化後DNA的損失問題，所以推薦酶切體系中的DNA盡量多加一些。這樣你純化回收後的DNA剩下的就比較多，有利於後期的連接以及篩選。具體的話，我經常做的就是50ul體系中除了buffer和酶以外，其他的成份全部都是載體或者插入片段的溶液。當然，你得保證你的DNA濃度約可以達到50ng/ul左右的濃度。最後，做連接的時候一定要注意插入片段和載體的摩爾比，理想狀態下應該是3-10比1。

㈢ 胃蛋白酶、胰蛋白酶處理樣品時需要什麼樣的緩沖液啊終濃度和工作條件是什麼啊

胰蛋白酶工作條件為37度，PH8.5的微鹼性環境，緩沖液使用25mM的碳酸氫銨即可，終濃度為0.01ug/ul

㈣ 兩種酶的反應緩沖液不一樣，做雙酶切時如何處理

如果是分開酶切的話，第一個酶切完成後要回收（可用醇回收，效率比較高）後，再進行第二次酶切。

做轉化的時候，進行酶連接反應時，注意保持低溫狀態，因為LIGASE酶很容易降解。為保險起見，一般連接3小時，16度；對含有AMP-RESISTENCE的質粒鋪板時，注意加AMP時的溫度，溫度過高，會使克隆株無法篩選出來。

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由於內切酶在非最佳緩沖液條件下的切割速率會減緩，因此使用時可根據每種酶在非最優緩沖液中的具體活性相應調整酶量和反應時間。

在大多數情況下，採用標准緩沖液的酶也能在這些特殊緩沖液中進行酶切。這保證了對緩沖液有特殊要求的酶也能良好工作。

由於內切酶在非最佳緩沖液中進行酶切反應時，反應速度會減緩，因此需要增加酶量或延長反應時間。

㈤ 激酶反應緩沖液

10×是指需要稀釋10倍使用.
如10×激酶緩沖溶液2.5ml,必須被稀釋成25ml才能使用（稀釋劑是什麼無所謂,一般只要是水溶液就行）

㈥ 1mol/l的tris-Hcl怎麼配置

用1mol的tris溶於900ml水中，因為tris是鹼性，用hcl調ph，最終定容到1000ml。

Tris三羥甲基氨基甲烷，三羥甲基氨基甲烷是一種有機化合物，其分子式為(HOCH2)3CNH2。Tris被廣泛應用於生物化學和分子生物學實驗中。Tris-HCl是實驗室最常用的一種緩沖液，pH值隨溫度的變化而變化。通常來說溫度每上升1℃，pH值下降0.03。如無特殊說明，所調折算為25℃時的pH值。

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注意事項：

1、對人體有刺激性，請注意適當防護。 

2、 為了安全和健康，請穿實驗服並戴一次性手套操作。

3、為了保證緩沖溶液有足夠強的緩沖能力，在配製緩沖溶液時，需要做到為使共軛酸鹼對的濃度比接近於1，應根據所需要維持的pH范圍選擇合適的緩沖對，使弱酸的PKa等於或接近於所要求的pH。

4、應使溶液冷卻至室溫後再調定pH值，因為Tris溶液的pH值隨溫度的變化差異很大，溫度每升高1，溶液的pH值大約降低0.03個單位。

參考資料來源：網路-Tris-HCl

參考資料來源：網路-配置

參考資料來源：網路-配製溶液

㈦ 雙酶切酶切體系和buffer怎麼設計比較合適

體系不管多大，都有相應的buffer，只要將buffer變為1X工作濃度就行了，兩個同時切的話，需要注意酶的量，看單位是多少，一般是1ul的酶切1ug的質粒或者其它DNA序列，盡量酶的體積不能超過體系的10%，因為裡面含有甘油，可能會影響酶切效率。

㈧ 酶切體系對質粒DNA濃度、緩沖液、酶量有什麼要求

這個是看你用什麼酶，一般購買的時候都會配有緩沖液和推薦用量的。質粒的濃度不要過高就行。如果沒有完全切開，可以延長酶切的時間。

㈨ 酶反應緩沖液怎麼配

這上面的濃度都是終濃度。如果你配的量比較小，比如只有10ml，如果直接計算稱量的話，可能誤差很大。你可以將每一種單獨配成濃縮液，如1M Tris-HCl，再加入十分之一（配10ml加入1ml）。DTT也可以配成1M的，加入兩百分之一體積，最後用水補足體積。混勻就是。其他的幾個也可以這樣配。而且這種緩沖液也有一個PH值。你可以用1M Tris-HCl來控制。其他的PH值不用管。

㈩ 酶和底物溶液為什麼要用緩沖液配製

緩沖液 1）緩沖溶液作用原理pH值
往某些溶液加入定量酸鹼,阻礙溶液pH變化作用,稱緩沖作用,溶液叫做緩沖溶液.弱酸及其鹽混合溶液（HAc與NaAc）,弱鹼及其鹽混合溶液（NH3·H2O與NH4Cl）等都緩沖溶液.
由弱酸HA及其鹽NaA所組緩沖溶液酸緩沖作用,由於溶液存足夠量鹼A-緣故.向種溶液加入定量強酸,H 離基本A-離消耗：
所溶液pH值幾乎變；加入定量強鹼,溶液存弱酸HA消耗OH-離阻礙pH變化.